Olimpiada de Biologie - Proba Practică

Proba teoretică

Descriere: Proba practică de la etapa națională a Olimpiadei de Biologie pentru clasa a IX-a evaluează competențele de laborator ale elevilor, punându-le la încercare atât cunoștințele teoretice, cât și abilitățile practice. Aceasta presupune:

În esență, proba practică testează abilitatea elevului de a aplica metode științifice precise, de a respecta normele de siguranță în laborator și de a comunica clar rezultatele experimentelor efectuate.

1. Microscopul. Tehnici de laborator.

Microscopul optic

A. Partea mecanică:

• Structura suport:

Microscopul este construit pe un stativ (sau picior) care sprijină tot sistemul. Pe acesta se montează tubul optic (care la partea superioară găzduiește ocularul), condensatorul, oglinda și masa pe care se plasează preparatul.

Rolul principal este de a susține atât ansamblul optic, cât și preparatul de analizat și sursa de lumină.

• Fixarea preparatului:

Clemele flexibile (cunoscute și ca „cavaleri") se atașează pe masa microscopului pentru a fixa preparatul în poziție.

• Reglarea tubului optic:

Microscopul are două dispozitive de reglare:

B. Partea optică:

• Condensatorul:

Poziționat sub masa microscopului, acesta este alcătuit dintr-un set de lentile convergente care concentrează lumina reflectată de oglindă asupra preparatului.

• Oglinda:

Este o piesă mobilă amplasată sub condensator, având o față plană și una convexă (folosită în special cu obiective cu măriri mari, cum ar fi 40×, 90× sau 100×). Rolul său este de a reflecta lumina către condensator și, implicit, pe preparat.

• Tubul optic și ocularul:

În partea superioară a tubului găsim ocularul, un sistem de lentile cu măriri variind, de exemplu, între 5× și 15×.

• Calculul măriri totale:

Mărirea finală a imaginii se obține prin înmulțirea puterii de mărire a obiectivului cu cea a ocularului.

De exemplu, un obiectiv de 20× combinat cu un ocular de 10× oferă o mărire de 200×; un obiectiv de 90× și un ocular de 15× generează o mărire de 1350×.

În microscoapele moderne, lungimea optică a tubului este de aproximativ 160 mm, dar formula se reduce la produsul celor două puteri.

• Obiectivele:

Acestea sunt montate în partea inferioară a tubului optic, pe un revolver (dispozitiv rotativ ce permite schimbarea rapidă a obiectivelor), și sunt alcătuite dintr-un ansamblu de lentile dispuse în interiorul unui tub cilindric. Valorile gravate (10, 20, 40, 90, 100) indică distanța focală și mărirea lor de bază.

Unele microscoape sunt echipate cu obiective de imersie (marcate de regulă cu 90 sau 100), care se folosesc împreună cu un lichid (de obicei ulei de cedru) plasat între obiectiv și preparat, pentru a obține o luminozitate sporită și o imagine mai clară. După utilizare, aceste obiective se curăță cu o cârpă moale îmbibată în benzen.

Lupa:

Este un instrument optic separat, alcătuit dintr-o lentilă biconvexă montată într-o ramă (metalică sau din plastic).

Puterea de mărire a lupei variază, de obicei, între 2× și 20×, iar aceasta este gravată pe montură.

Utilizarea Microscopului

Pregătirea inițială: Înainte de a utiliza microscopul, curăță toate componentele optice (ocularul, tubul optic etc.) cu o cârpă moale și curată.

1. Uniformizarea Luminii Câmpului Microscopic

2. Fixarea Imaginii Preparatului

3. Observarea Preparatului

BioGenius Academy v-a pregătit următorul video:

Și o scurtă reprezentare:

Tehnica obținerii preparatelor vegetale proaspete

Materialele necesare

Tipuri de secțiuni

  1. Secțiuni transversale: Tăierea perpendiculară pe axa organului.
  2. Secțiuni longitudinale-radiale (mediane): Tăierea paralelă cu axa și care intersectează centrul organului.
  3. Secțiuni longitudinale-tangentiale: Tăierea paralelă cu axa, dar care nu trece prin centru.

Pentru organele cu simetrie radială (ex. rădăcină, tulpină)

Pentru materialul vegetal din măduva de soc

Pentru frunze

Secționarea propriu-zisă

  1. Poziționarea materialului: Așază fragmentul de material vegetal în zona măduvei de soc.
  2. Pregătirea briciului: Deschide briciul sub un unghi de 90° sau 100°. Umezește lama briciului folosind apă distilată sau de robinet, pentru a ajuta la obținerea unor secțiuni netede și pentru a preveni alunecarea materialului pe lamă.
  3. Tehnica tăierii: Ține materialul între degetele mâinii stângi, fixând baza lamei briciului cu degetele mâinii drepte astfel încât să poți controla tăierea. Mișcă lama, trăgând-o de la bază spre vârf într-o singură mișcare continuă pentru a evita oblicitatea secțiunii. Obiectivul este obținerea unor secțiuni cât mai subțiri, uniforme și perfect perpendiculare (sau, dacă se dorește, paralele) cu axa materialului.
  4. Colectarea secțiunilor: Recuperează secțiunile de pe lama briciului folosind o pensetă, un ac spatulat sau prin imersarea lamei în lichid. Așază secțiunile într-un vas Petri sau pe o sticlă de ceas cu apă pentru a le păstra proaspete. După finalizarea tăieturii, selectează 5–6 secțiuni fine pe o lamă și elimină fragmentele de calitate inferioară.

Tratamentul secțiunilor obținute

  1. Javelizarea: Plasează secțiunile în apă de Javel (hipoclorit de potasiu) timp de 3–5 minute, până când acestea devin transparente sau se decolorează.
  2. Spălarea: Clătește bine secțiunile pentru a elimina orice reziduu de chimicale.
  3. Colorarea: Aplică colorantul pe secțiuni timp de câteva minute conform instrucțiunilor pentru a evidenția structurile celulare.
  4. Înlăturarea excesului de colorant: Spală din nou secțiunile cu apă până când nu mai rămâne colorant în exces.

Realizarea preparatului microscopic

  1. Montarea pe lamă: Așază secțiunile pe o lamă de sticlă. Adaugă puțin mediu de montare (apă distilată, de robinet, soluție glicerinată sau glicerină).
  2. Aplicarea lamei acoperitoare: Ține cu două degete lamela acoperitoare din părți opuse și așaz-o peste picătura de lichid de pe lamă, astfel încât marginea liberă a lamei să fie paralelă cu lamă. Deplasează ușor lamela pentru ca lichidul să se răspândească uniform și să acopere complet secțiunile. Coborâ încet lamela peste secțiuni, asigurându-te că acestea nu alunecă. Dacă apar bule de aer între lamă și lamelă, îndepărtează-le cu ajutorul unui ac spatulat sau al unei pensete. Elimină excesul de lichid cu hârtie de filtru sau o altă metodă de absorbție. În cazul evaporării lichidului în timpul observației, adaugă 1–2 picături suplimentare la marginea lamei folosind o pipetă.
  3. Observarea la microscop: După pregătirea laminatei, procedează la examinarea secțiunilor folosind microscopul pentru a studia detaliile structurale ale materialului vegetal.

II. Celula-unitatea structurală şi funcţională a vieţii

A. Structura celulei:

CELULA VEGETALĂ – STRUCTURĂ (Preparate din ceapă, Allium cepa)
Materiale necesare:
Procedură

1. Pentru ceapa roșie

2. Pentru ceapa albă

Ce vei observa

Plastide

Plastidele sunt organite prezente exclusiv în celulele vegetale, întâlnite atât la alge, cât și la plante. Din punct de vedere morfologic și funcțional, acestea se împart în mai multe categorii:

Observarea Cloroplastelor – Preparat din Frunze de Elodea

Materiale necesare:
Mod de lucru:
  1. Recoltarea probelor: Ia o frunză tânără de pe tulpina de Elodea cu ajutorul pensetei.
  2. Montarea preparatului: Așază frunza pe lama de sticlă, cu partea superioară în sus, pe o picătură de apă. Acoperă frunza cu o lamelă de sticlă, având grijă ca nu să se formeze bule de aer. Îndepărtează excesul de apă cu o bucată de hârtie de filtru sau un dispozitiv absorbant.
  3. Observarea: Examinează preparatul la microscop. Cloroplastele se vor manifesta sub formă de discuri mici, plate, cu aspect rotund-ovale și intens luminoase. Ele au, de asemenea, proprietatea de a migra în interiorul celulelor parenchimatoase, adaptându-se la intensitatea luminii pentru a optimiza fotosinteza.

Cromatofori

Caracterizare: Cromatoforii reprezintă un tip de cloroplaste întâlnite la numeroase alge, remarcate prin dimensiunile lor mari comparativ cu cloroplastele obișnuite.

Materiale necesare:
Mod de lucru:
  1. Recoltare: Obține algele din apă și colectează-le într-un recipient cu apă.
  2. Secționare: Sub apă, folosește foarfecele pentru a tăia filamentele algei.
  3. Montaj: Așază câteva fragmente subsecționate pe o lamă de sticlă, adaugă o picătură de apă și acoperă cu o lamelă de acoperire.
  4. Observare: Examinează preparatul la microscop.
Rezultate observaționale:

Cromoplaste (plastide colorate)

Cromoplastele reprezintă plastide specializate, prezente la algele și plantele colorate, care conțin pigmenți carotenoizi (precum carotinele și xantofilele). Aceste organite conferă celulelor nuanțe galben-portocalii sau roșii și se găsesc în special în structuri reproductive sau decorative: petale, stamine, fructe și semințe. Ele sunt rare în organele vegetative, de exemplu în rădăcina de morcov, și prezintă forme, dimensiuni și structuri variate, în funcție de specie.

Materiale necesare
Procedură de pregătire a probelor

1. Pentru rădăcina de morcov:

2. Pentru fructele de tomate, ardei și măceș:

3. Pentru petalele de forsiție sau de păpădie:

Ce vei observa

Leucoplaste (Plastide Incolore)

Definiție și Localizare: Leucoplastele sunt organitele incolore întâlnite în celulele vegetale, în special în țesuturile de depozitare, în zonele meristematice și în celulele epidermice. Aceste plastide joacă un rol esențial în sinteza și stocarea substanțelor de rezervă.

Clasificare: Leucoplastele se disting în funcție de natura chimică a substanțelor acumulate:

Materiale Necesare:
Mod de Lucru:
  1. Folosind briciul sau penseta, izolează cu grijă un fragment din epiderma inferioară a unei frunze, evitând includerea țesutului inferior adiacent.
  2. Așază fragmentul obținut pe o lamă de sticlă, într-o picătură de apă.
  3. Acoperă cu o lamelă de acoperire și, dacă este necesar, îndepărtează excesul de lichid folosind hârtie de filtru sau un alt dispozitiv absorbant.
  4. Examinează preparatul la microscop.
Rezultate Așteptate:

La microscop vei observa:

Vacuolele

Definiție: Vacuolele sunt compartimente vesiculare din celulele vegetale, înconjurate de o membrană simplă denumită tonoplast, care conține și stochează suc vacuolar responsabil de menținerea homeostaziei (pH, compoziția și concentrația substanțelor) în celulă.

Materiale necesare:
Mod de lucru:

1. Pregătirea probei:

2. Colorarea:

3. Montajul preparatului:

4. Observarea:

Rezultate și observații:

Incluziunile Ergastice

Incluziunile celulare reprezintă depozite variate de compuși chimici sintetizați de celulă, care nu sunt înconjurate de membrane. Acestea pot conține substanțe solide, lichide sau gazoase și provin fie din procese anabolice (servind ca rezerve de energie), fie din procese de catabolism (funcționând ca produse de excreție).

Amidonul ca Inclusiune Ergastică

Amidonul, un tip de inclusiune glucidică, se prezintă sub două forme distincte:

  1. Amidon autohton (primar): Se formează în cloroplaste, direct prin fotosinteză, în procesul de asimilare.
  2. Amidon de rezervă (secundar): Este stocat în amiloplaste, fiind prezent în diverse organe vegetale precum semințele, tulpinile și frunzele.
Experiment: Evidențierea Amidonului Autohton
Materiale necesare:
Procedură:
  1. Izolează o frunză mică folosind penseta.
  2. Așază frunza pe o lamă de sticlă și adaugă o picătură de soluție apoasă de iod + iodură de potasiu.
  3. Acoperă cu o lamelă de acoperire.
  4. După aproximativ 2–3 minute, examinează preparatul la microscop.
Rezultat așteptat:

În fiecare cloroplast, vei observa cel puțin un granule de amidon, colorat în albastru sau mov, ceea ce indică prezența amidonului autohton produs prin fotosinteză.

Modificări Secundare ale Peretelui Celular – Cutinizare și Cuticularizare

Definiție și Caracteristici: După modificările secundare, peretele celular primește un strat suplimentar, rigid, alcătuit în mare parte din polizaharide. Acest înveliș este specific celulelor bacteriene, ciupercilor, algelor și plantelor.

Materiale Necesare:
Mod de Lucru:

1. Secționare:

Taie secțiuni transversale foarte fine din frunzele selectate, folosind briciul sau lama de ras împreună cu măduva de soc pentru a obține fragmente precise.

2. Montarea Preparatului:

Așază secțiunile pe o lamă de sticlă într-o singură picătură de apă. Îndepărtează excesul de apă cu ajutorul hârtiei de filtru.

3. Colorarea:

Colorează fragmentele cu soluția de clorură de zinc iodată, astfel încât să evidențieze diferențele între pereții externi impregnați cu cutină și pereții interni (formatți predominant din celuloză).

4. Observare:

Acoperă cu o lamelă de sticlă. Examinează preparatul la microscop.

Rezultate Observate:

B. Fiziologia celulei:

Răspunsul la Stimuli

Proprietatea de a reacționa la schimbările din mediu reprezintă un element esențial al tuturor formelor de viață. Organismele unicelulare își ajustează comportamentul în funcție de stimulii termici, chimici sau mecanici, manifestând mișcări direcționate care depind de avantajele sau dezavantajele pe care aceștia le pot aduce celulelor.

Materiale Necesare
Metodologia Experimentelor

1. Experimentele 1 și 2

Se aplică stimuli termici (de exemplu, un fascicul de radiații calde) sau chimici (folosind sare de bucătărie). Organismele se deplasează fie spre, fie în sens opus sursei de stimul, în funcție de efectul benefic sau nefavorabil pe care acesta îl exercită asupra lor.

2. Experimentul 3

Atunci când o amibă intră în contact cu un obiect străin (cum ar fi un bob de nisip), pseudopodul ei se retrage, iar direcția de deplasare se schimbă pentru a evita contactul.

Modalități Alternative de Observare

Mișcarea Organismelor din Regnul Protista

În regnul Protista sunt incluse organisme diverse, printre care se numără:

Materiale Necesare
Metoda de Observare a Mișcării
  1. Se prepară o lamă cu o picătură din cultura de protozoare, astfel încât să se obțină un preparat microscopic.
  2. Pentru a permite o urmărire mai facilă a mișcărilor, se adaugă un mediu mai dens (de exemplu, soluție de gelatină 3% sau soluție apoasă cu gumă arabică), care încetinește deplasarea organismelor.
Mecanismele de Deplasare

1. Euglena

Se mișcă cu ajutorul unui flagel care oscilează într-o mișcare elicoidală constantă în mediul apos. Într-un mediu mai dens, mișcarea flagelului se face mai lentă, oferind posibilitatea de a urmări traseul acestuia; flagelul pornește de la corpusculul bazal și își extinde mișcarea spre vârf, generând o tracțiune care propulsează corpul înainte.

2. Parameciul

Utilizează un set de cili aranjați în șiruri, care se mișcă în valuri vibraționale, propulsând celula prin mediul înconjurător.

3. Amiba

Se deplasează printr-un proces de târâre, folosind pseudopode. Aceste extensii ale membranei celulare se formează în direcția mișcării prin evaginarea selectivă a membranei, iar fluxul citoplasmatic în pseudopod face posibilă reorientarea constantă a deplasării.

Acest set de proceduri și observații ilustrează modul în care organismele unicelulare răspund rapid la mediul înconjurător, adaptându-se unui spectru divers de stimuli. Studiul acestor procese nu doar că evidențiază versatilitatea vieții la scară microscopică, ci și oferă o perspectivă asupra mecanismelor fundamentale ale mișcării celulare.

Hrănirea la Parameci

Materiale Necesare

Materialele sunt similare cu cele folosite pentru observarea hrănirii la amibe.

Procedură și Observații

OSMOZA

Osmoza este fenomenul prin care apa traversează o membrană semipermeabilă, trecând dintr-o soluție mai diluată într-una mai concentrată.

Materiale Necesare
Metodă Experimentală și Rezultate

1. Montarea Osmometrului:

Fixează membrana la capătul tubului de sticlă cu ajutorul unui fir de ață, formând astfel un osmometru. Toarnă în tub soluția osmotică (de exemplu, soluție de zaharoză 10% sau NaCl 20%) fără a umple complet tubul.

2. Asamblarea Sistemului:

Așază un grilaj din sticlă pe fundul cristalizorului, apoi adaugă apă distilată în recipient. Introdu osmometrul în cristalizor, astfel încât partea cu membrană să fie în contact cu grilajul.

3. Observarea Schimbărilor de Nivel:

Notifică nivelul inițial al lichidului din tub (marcat ca t₁). După o perioadă, vei observa o creștere a nivelului (t₁ crește), deoarece apa din mediul din cristalizor pătrunde prin membrană în soluția mai concentrată.

4. Difuziunea Substanțelor:

Ulterior, nivelul lichidului din osmometru începe să scadă (t₂) pe măsură ce substanțele dizolvate difuzează prin membrană în direcția opusă, până când se atinge un echilibru.

5. Stabilizarea Nivelului:

Când concentrațiile de pe ambele părți ale membranei se echilibrează, nivelul lichidului se stabilizează.

Plasmoliza și Deplasmoliza: Fenomene Celulare

Plasmoliza

Definiție: Plasmoliza reprezintă procesul prin care protoplastul unei celule vii scade în volum. Aceasta se întâmplă atunci când celula, expusă unei soluții hiperotonice, pierde apă – în special din sucul vacuolar – din cauza permeabilității selective a membranei celulare și a celei a vacuolei.

Mecanism: Când celula intră în contact cu o soluție concentrată:

Acest proces poate fi observat în trei etape:

  1. Plasmoliză incipientă: Separarea apare doar la colțurile celulei.
  2. Plasmoliză concavă: În primele 3 minute, separarea se extinde și în alte zone ale celulei.
  3. Plasmoliză convexă (finală): În următoarele 10-15 minute, separarea devine semnificativă, iar celula capătă un contur convex.
Materiale necesare:
Procedură experimentală pentru plasmoliză:
  1. Secționează bulbul de ceapă sau recoltează un fragment din stratul epidermic al frunzelor.
  2. Plasează proba pe lamă și acoper-o cu o lamă de acoperire, apoi examinează starea de turgescență a celulelor la microscop.
  3. Depune 2–3 picături din soluția hipertonică pe una dintre marginile lamelei.
  4. Pe partea opusă, așază o bucată de hârtie de filtru, care va absorbi apa și va permite soluției hiperotone să pătrundă între lamă și lamelă.
  5. Observă, la microscop, cum celulele se contractă și protoplasma se desprinde progresiv, trecând prin stadiile de plasmoliză menționate.

Deplasmoliza

Definiție: Deplasmoliza este procesul invers, prin care celula recâștigă volumul inițial, reabsorbând apă din mediul extern și revenind la starea de turgescență.

Mecanism: După ce celula a fost plasmolizată:

Materiale necesare:

Acestea sunt aceleași ca la plasmoliză:

Procedură experimentală pentru deplasmoliză:
  1. Pe una dintre margini, adaugă o picătură de apă, astfel încât soluția concentrată să fie diluată.
  2. Pe marginea opusă, folosește hârtie de filtru sau sugativă pentru a ajuta la absorbția suplimentară a lichidului concentrat.
  3. Observă, la microscop, cum sucul vacuolar atrage apa, vacuolele se relaxează, iar protoplastul își recâștigă treptat volumul original.

Mișcarea de rotație a citoplasmei și a organitelor

Descriere: Acest tip de mișcare se întâlnește în celulele ce au o singură vacuolă centrală. În cadrul său, citoplasma și organitele se deplasează constant într-un singur sens, ceea ce generează impresia unui flux circular sau rotativ.

Materiale necesare:
Procedură:
  1. Folosește pensa pentru a desprinde o frunză tânără de la vârful vegetativ al tulpinii.
  2. Așază frunza pe o lamă de sticlă, într-o picătură de apă, și acoper-o cu lamelă.
  3. Dacă expui planta, înainte de experiment, la lumina intensă a unui bec, conținutul celular se mobilizează, făcând mișcarea mai vizibilă.
  4. Examinează proba cu microscopul și observă următoarele:
    • Fiecare celulă prezintă o singură vacuolă centrală (uneori două sau trei în cazuri rare).
    • Sunt prezente numeroase cloroplaste de formă lenticulară, aliniate în cordoane citoplasmatice.
    • Fiecare celulă conține un nucleu sferic sau oaredal.
Tipuri de mișcare:
Observații suplimentare:

Intensificarea fluxului luminos sau încălzirea apei (la 30°–40°C) poate accelera mișcarea citoplasmei și a organitelor, sporind astfel claritatea efectului de "curgere".

Mișcarea de circulație a citoplasmei și a organitelor

Descriere: Această mișcare este specifică celulelor care dispun de mai multe vacuole. În ele, se formează o "pungă plasmatică" care conține un nucleu poziționat excentric, înconjurată de un manșon plasmatic parietal. Dintre acestea, se extind diverse cordoane citoplasmatice dispuse radial, ce leagă punga plasmatică de peretele celular.

Materiale necesare:
Procedură:
  1. Cu ajutorul unei pensă, desprinde câțiva peri din staminele florilor de Tradescantia virginica sau recoltează o mică porțiune de alge de tip Spirogyra.
  2. Așază materialul biologic pe o lamă de sticlă, într-o picătură de apă, și acoper-o cu lamelă.
  3. Examinează proba sub microscop pentru a observa structura internă:
    • O pungă plasmatică ce conține nucleul (de regulă poziționat excentric).
    • Un manșon plasmatic parietal care înconjoară această pungă.
    • Numeroase cordoane citoplasmatice ce se extind radial, de la zona nucleului spre periferia celulei.
Caracteristici ale mișcării:

C. Diviziunea celulara

Diviziunea celulară prin înmugurire la drojdia de bere

Descriere: Diviziunea prin înmugurire este modul specific în care drojdia (de exemplu, Saccharomyces cerevisiae) se reproducă. Această metodă asimetrică presupune formarea unui mic „mugureș" pe suprafața celulei-mamă, care, ulterior, se dezvoltă în celulă fiică.

Etape ale procesului:
  1. O anumită zonă a peretelui celulei-mamă se înmoaie.
  2. Citoplasma împinge local peretele, formând o evaginare numită mugureș.
  3. Nucleul celulei-mamă se divide.
  4. Unul din nucleele formate se deplasează în mugureș.
  5. Mugureșul crește și se diferențiază în celula fiică.
Materiale necesare:
Metodologia experimentală:
  1. Dizolvă drojdia de bere într-un vas cu apă călduță, adăugând puțin zahăr, și amestecă bine.
  2. Menține soluția la o temperatură de 18–20°C timp de 24 de ore pentru a permite reproducerea celulară.
  3. Recoltează câteva picături folosind o baghetă de sticlă sau o pipetă.
  4. Transferă probele pe o lamă de sticlă, acoperă-le cu lamelă și examinează-le sub microscop.
  5. Vei observa multe celule individuale, dar și unele simple celule cu unul sau mai mulți mugureși, marcând apariția celulelor fiice.
Observații suplimentare:

Mitoza (diviziunea ecvațională)

Scop: Această secțiune descrie procedura experimentală pentru evidențierea diviziunii mitotice în celulele vegetale, folosind probe obținute din radicelile unor plante precum bulbul de ceapă, germenii de secară, bob și orz.

Materiale necesare

• Probe celulare:

• Consumabile și reactivi:

• Echipamente adiționale:

Obținerea radicelor

Pentru semințe:

  1. Plasează semințele într-un vas Petri, pe hârtie de filtru umezită.
  2. Pentru acumularea unui număr mare de celule în metafază, poți supune semințele la un șoc termic (de exemplu, 30–60 minute la frigider, apoi 1–2 ore la 30°C).

Pentru ceapă:

  1. Așază bulbii de ceapă deasupra unui recipient cu apă (asigurându-te că partea activă a tulpinii este scufundată).
  2. Menține vescul la 20–22°C pentru 2–3 zile.

După ce radicele ajung la lungimea de 5–10 mm, recoltează-le cu grijă folosind foarfece sau o pensetă.

Etapele procedurii experimentale

1. Prefixare:

2. Fixare:

3. Hidroliză:

4. Colorare:

5. Realizarea preparatelor:

6. Examinare:

Studiul Cromozomilor

În analiza cromozomilor aflați în metafază, se studiază structura și forma acestora, precum și modul în care se aranjează pentru a forma cariotipul specific unei specii. Cromozomii în metafază sunt alcătuiți din două cromatide identice, unite la nivelul centromerului (zona de constricție primară), iar unii cromozomi pot prezenta și sateliți sau constricții secundare.

Clasificarea Cromozomilor

Conform poziției centromerului și raportului dintre lungimea brațelor, cromozomii se împart astfel:

Materiale Necesare
Metodologia de Studiu

1. Observarea la Microscop:

2. Trasarea și Măsurarea Cromozomilor:

3. Clasificarea și Notarea:

4. Împerecherea și Aranjarea în Cariotip:

Atenționări